Біологічні системи: теорія та інновації

Мікроклональне розмноження орхідеї Vanda (Orchidaceae Vanda)

Оксана Кляченко, Олександр Субін, Ольга Олійник, Діана Шишкіна
Завантажити статтю
Анотація

Біотехнологічні методи розмноження орхідеї Vanda є ефективним інструментом отримання великої кількості генетичнооднорідного оздоровленого рослинного матеріалу. Метою роботи було вивчення особливостей мікроклонального розмноження орхідеї Vanda. Для отримання посадкового матеріалу різних генотипів орхідеї Vanda, а саме: ‘Vanda coerulea’ та ‘Vanda sanderiana’ методом мікроклонального розмноження використано прямий, непрямий морфогенез і ризогенез in vitro та адаптація до умов in vivo. Розроблено ступінчатий метод отримання асептичного матеріалу, який полягає у використанні 70 % етилового спирту протягом 1 хвилини з подальшим використанням основного стерилянту 2,5 % NaClO протягом 5-10 хв, що уможливлює отримання 70-80 % стерильних життєздатних експлантатів, знижуючи рівень контамінації грибами та бактеріями. Представлено результати прямого та непрямого морфогенезу, калюсогенезу і ризогенезу в культурі in vitro експлантатів орхідеї Vanda. Встановлено, що між сортами орхідеї не спостерігалося значних відмінностей у процесах калюсогенезу. Частота калюсогенезу для обох генотипів становила 100 %, що вказує на високу здатність до утворення калюсної тканини. Найкращі результати росту та пагоноутворення були досягнуті на живильному середовищі Мурасіге-Скуга (МС), доповнене 6-Бензиламінопурином (6-БАП) у концентрації 0,5 мг/л. Для укорінення найбільш ефективним виявилося середовище МС з половинною концентрацією макро- та мікросолей, доповнене 0,5 мг/л α-Нафтилоцтовою кислотою (НОК), яке рекомендоване для ризогенезу рослин-регенерантів орхідеї Vanda різних сортів. Для адаптації рослин-регенерантів використано субстрат з сфангового моху, торфу, подрібнених листків бука та соснової кори у співвідношенні 1:1:1:1. Приживаність рослин орхідеї до умов in vivo сорту ‘Vanda coerulea’ становила 87,5 %, тоді як за однакових умов у рослин сорту ‘Vanda sanderiana’ – 83 % відповідно. Отримані результати досліджень можуть бути основою для створення протоколів розмноження орхідеї Vanda, що забезпечить високий рівень контролю на всіх етапах вирощування. Впровадження таких протоколів є важливими для селекційної роботи, збереження рідкісних сортів та поліпшення якості рослинного матеріалу для промислового квітникарства

Ключові слова

in vitro; калюсогенез; морфогенез; різогенез; адаптація in vivo

ЦИТУВАТИ
Klyachenko, O., Subin, O., Oliinyk, O., & Shyshkina, D. (2025). Microclonal propagation of the orchid Vanda (Orchidaceae Vanda). Biological Systems: Theory and Innovation, 16(4), 40-56. https://doi.org/10.31548/biologiya/4.2025.40
Використані джерела
  1. Baby, R., Valsala, P.A., & Manjesh, S. (2019a). Genetic fidelity evaluation of micropropagated plantlets of Vanda hybrid Dr. Anek. International Journal of Current Microbiology and Applied Sciences, 8(8), 2373-2381. doi: 10.20546/ijcmas.2019.808.276.
  2. Baby, R., Valsala, P.A., & Doddamani, M.B. (2019b). In vitro micropropagation protocol for Vanda hybrid ‘dr. Anek.’ International Journal of Current Microbiology and Applied Sciences, 8(4), 2073-2084. doi: 10.20546/ijcmas.2019.804.244.
  3. Bhattacharjee, B., & Islam, S.M.S. (2014a). Development of an efficient protocol for in vitro germination and enhancing protocorm-like body development in three indigenous orchid species in Bangladesh. Asian Pacific Journal of Molecular Biology and Biotechnology, 22(3), 209-218.
  4. Bhattacharjee, B., & Islam, S.M.S. (2014b). Effects of plant growth regulators on multiple shoot induction in Vanda tessellate (Roxb.) Hook. Ex G.Don an endangered medicinal plant. International Journal of Science and Nature, 5, 707-712.
  5. Chen, J.-T. (2018). In vitro organogenesis of a slipper orchid, paphiopedilum ‘Alma Gavaert’. Notulae Scientia Biologicae, 10(4), 607-613. doi: 10.15835/nsb10410368.
  6. Chugh, S., Guha, S., & Rao, I.U. (2009). Micropropagation of orchids: A review on the potential of different explants. Scientia Horticulturae, 122(4), 507-520. doi: 10.1016/j.scienta.2009.07.016.
  7. Convention on Biological Diversity. (1992, June). Retrieved from https://zakon.rada.gov.ua/laws/show/995_030#Text.
  8. Dar, S.A., Nawchoo, I.A., Tyub, S., & Kamili, A.N. (2021) Effect of plant growth regulators on in vitro induction and maintenance of callus from leaf and root explants of Atropa acuminata Royal ex. Lindl. Biotechnology Reports, 32, article number e00688. doi: 10.1016/j.btre.2021.e00688.
  9. Davis, B.J., Phillips, R.D., Wright, M., Linde, C.C., & Dixon, K.W. (2015). Continent-wide distribution in mycorrhizal fungi: Implications for the biogeography of specialized orchids. Annals of Botany, 116(3), 413-421. doi: 10.1093/aob/mcv084.
  10. Hardjo, P.H., Savitri, W.D., Artadana, I.B.M., Putra, S.E.D., Parac, E.P., & Jan, A. (2021). Callus-mediated somatic embryogenesis and plant regeneration in Vanda tricolor Lindl. var. Pallida. Jordan Journal of Biological Sciences, 14(05), 933-937. doi: 10.54319/jjbs/140508.
  11. Kaeppler, S.M., Kaeppler, H.F., & Rhee, Y. (2000). Epigenetic aspects of somaclonal variation in plants. Plant Molecular Biology, 43, 179-188. doi: 10.1023/a:1006423110134.
  12. Kolomiets, Yu.V., Kliachenko, O.L., & Subin, O.V. (2022). Biotechnology. Kyiv: Comprint.
  13. Kumar, K., & Rao, I.U. (2012). Morphophysiologicals problems in acclimatization of micropropagated plants in -ex vitro conditions- a reviews. Journal of Ornamental Plants, 2, 271-283.
  14. Kushnir, G.P., & Sarnatska, V.V. (2005). Microclonal propagation of plants. Kyiv: Naukova Dumka.
  15. Laily, A.N., Maharijaya, A., Wulandari, D., Puspitaningtyas, D.M., Ariate, S.R., Martin, A.F., & Hapsari, B.W. (2024). Optimizing micropropagation of Indonesian conserved orchid Vanda celebica using organic compunds and a temporary immersion system. Notulae Botanicae Horti Agrobotanici Cluj-Napoca, 52(4), article number 14065. doi: 10.15835/nbha52414065.
  16. Lang, N.T., & Hang, N.T. (2006). Using biotechnological approaches for Vanda orchid improvement. Omonrice, 14, 140-143.
  17. Lee, Y.-I., Hsu, S.-T., & Yeung, E.C. (2013). Orchid protocorm-like bodies are somatic embryos. American Journal of Botany, 100(11), 2121-2131. doi: 10.3732/ajb.1300193.
  18. Likhanov, A.F., Overchenko, O.V., Kostenko, S.M. & Subin, O.V. (2017). Specificity of cytodifferentiation in calluses in vitro of Aesculus Hippocastanum form resistant to horse-chestnut leaf miner. Plant Physiology and Genetics, 49(6), 495-505. doi: 10.15407/frg2017.06.495.
  19. Liu, X.-f., Xiang, L.-l., Huang, Y., Li, Y.-j., & Li, F. (2020). Efficient propagation with in vitro seed germination of Vanda falcata. Journal of Zhejiang University-SCIENCE B, 21, 999-1004. doi: 10.1631/jzus.b2000505.
  20. Maharjan, S., Pradhan, S., Thapa, B.B., & Pant, B. (2019). In vitro propagation of endangered orchid, Vanda pumila Hook.f. through protocorms culture. American Journal of Plant Sciences, 10(07), 1220-1232. doi: 10.4236/ajps.2019.107087.
  21. Muharyati, Y., Setiyadi, M.W., Khatimah, A., & Ardiansyah, A. (2024). Propagation of the Vanda helvola orchid in vitro. Jurnal Pijar Mipa, 19(3), 488-492. doi: 10.29303/jpm.v19i3.6600.
  22. Murashige, T., & Skoog, F. (1962). A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiologia Plantarum, 15, 473-497. doi: 10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x.
  23. Nongdam, P., Beleski, D.G., Tikendra, L., Dey, A., Varte, V., EL Merzougui, S., Pereira, V.M., Barros, P.R., & Vendrame, W.A. (2023). Orchid micropropagation using conventional semi-solid and temporary immersion systems: A review. Plants, 12(5), article number 1136. doi: 10.3390/plants12051136.
  24. Nowakowska, K., Marciniak, P., & Pacholczak, A. (2022). A protocol for efficient micropropagation of rare orchid Vanda brunnea Rchb.f. South African Journal of Botany, 150, 233-239. doi: 10.1016/j.sajb.2022.07.023.
  25. Palama, T.L., Menard, P., Fock, I., Choi, Y.H., Bourdon, E., Govinden-Soulange, J., Bahut, M., Payet, B., Verpoorte, R., & Kodja, H. (2010). Shoot differentiation from protocorm callus cultures of Vanilla planifolia (Orchidaceae): Proteomic and metabolic responses at early stage. BMC Plant Biology, 10(1), article number 82. doi: 10.1186/1471-2229-10-82.
  26. Pathak, P., Kumari, A., Chandler, B.D., & Zettler, L.W. (2023). In vitro propagation and phytochemical analysis of Vanda cristata Wall. ex Lindl: An endangered medicinal orchid of biopharmaceutical importance. South African Journal of Botany, 153, 109-123. doi: 10.1016/j.sajb.2022.11.023.
  27. Podhaetskyi, A.A., Matskevych, V.V., & Podhaetskyi, A.A. (2018). Features of microclonal propagation plant species: Monography. Bila Tserkva: BNAU.
  28. Rahman, M., Hasan, M., Das, R., Hossain, M., & Rahman, M. (2009). In vitro micropropagation of orchid (Vanda tessellata L.) from shoot tip explant. Journal of Bio-Science, 17, 139-144. doi: 10.3329/jbs.v17i0.7122.
  29. Rasmussen, H.N., & Rasmussen, F.N. (2014). Seedling mycorrhiza: A discussion of origin and evolution in Orchidaceae. Botanical Journal of the Linnean Society, 175(3), 313-327. doi: 10.1111/boj.12170.
  30. Setiaji, A., Annisa, R.R., Santoso, A.D., Kinasih, A., & Riyadi, A.D. (2021). Review: Factors affecting mass propagation of Vanda orchid in vitro. Cell Biology and Development, 5(2). doi: 10.13057/cellbioldev/v050201.
  31. Shemediuk, N., & Skip, O. (2014) Application biotechnological methods for the biodiversity representative of the family Orchidaceae Juss. Scientific Bulletin of the S.Z. Gzhytskyi National University of Veterinary Medicine and Biotechnologies Lviv, 16(3), 345-357.
  32. Sheyko, O.A., & Musatenko, L.I. (2013). The induction callus formation in vitro from explants of rare and endangered orchid. Chornomorski Botanical Journal, 9(4), 595-604.
  33. Thomas, T.D. (2008). The role of activated charcoal in plant tissue culture. Biotechnology Advances, 26(6), 618-631. doi: 10.1016/j.biotechadv.2008.08.003.
  34. Tikendra, L., Singh, A.R., Vendrame, W.A., & Nongdam, P. (2025). In vitro propagation of endangered ‘Vanda coerulea’ Griff. ex Lindl.: Asymbiotic seed germination, genetic homogeneity assessment, and micro-morpho-anatomical analysis for effective conservation. Agronomy, 15(5), article number 1195. doi: 10.3390/agronomy15051195.