Klyachenko, O., Kushchenko, K., Shiakhtun, I., & Bezprozvana, I.
(2024).
In vitro production of virus-free carnation (Dianthus cariophyllus L.) planting material.
Biological Systems: Theory and Innovation,
15(1),
17-29.
https://doi.org/10.31548/biologiya15(1).2024
Біологічні системи: теорія та інновації
Отримання безвірусного посадкового матеріалу гвоздики (Dianthus cariophyllus L.) in vitro
Оксана Кляченко, К.С. Кущенко, І.С. Шляхтун, І.В. БезпрозванаАнотація
Для отримання безвірусного посадкового матеріалу гвоздики використано метод культури апікальних меристем та прямий і непрямий морфогенез in vitro. Розроблена схема отримання асептичного матеріалу, яка полягає в поетапній обробці експлантатів: Thimerosal – 2 хв, 70% етиловий спирт – 0,5 хв і 0,08% AgNO3 - 1 хв, що знижує рівень контамінації грибної інфекції. Наведено результати досліджень калюсогенезу та прямого і непрямого морфогенезу в культурі in vitro експлантатів гвоздики голандської, їх залежність від вмісту регуляторів росту в живильному середовищі. Встановлено, що межах сортів гвоздики майже не спостерігалися значні відмінності у протіканні процесів калюсогенезу. При цьому частота калюсогенезу становила 100%. За умов отримання непрямого морфогенезу необхідно враховувати вік калюсних тканин. Ріст та інтенсивне пагоноутворення гвоздики відмічали на живильному середовищі Мурасіге-Скуга, доповненому БАП у концентрації 0,5 мг/л. Найкращим для укорінення виявилось середовище МС з половинною концентрацією макро- і мікросолей з добавлянням 0, 5 мг/л НОК, яке рекомендоване нами для укорінення рослин-регенерантів гвоздики різних сортів. Як субстрат для адаптації рослин-регенерантів використовували торф : перліт у співідношенні 1:1. Приживаність рослин гвоздики до умов in vivo для сорту «Raffino Linde» становила 90%, тоді як для сорту «Tiya» - 83% відповідно
Ключові слова
гвоздика; калюсогенез; морфогенез; пагоноутворення; різогенез
ЦИТУВАТИ
Використані джерела
[1] Ali, A., Afrasia, H., Naz, S., Rauf, M., & Iqhbal, J. (2008). An efficient protocol for in vitro propagation of carnation (Dianthus caryophyllus L.). Pakistan Journal of Botany, 40, 111-121. Retrieved from https://www.scirp.org/reference/referencespapers?referenceid=1245152.
[2] Arif, M., Rauf, S., Din, A.U., Rauf, M., & Afrasiab, H. (2014) High frequency plant regeneration from leaf derived callus of Dianthus caryophyllus L. American Journal of Plant Sciences, 5, 2454-2463. doi: 10.4236/ajps.2014.515260.
[3] Das, J., Mao, A.A., & Handique, P.J. (2012). Callus-mediated organogenesis and effect of growth regulators on production of different valepotriates in Indian valerian (Valeriana jatamansi Jones). Acta Physiologiae Plantarum, 35, 55-63. doi: 10.1007/s11738-012-1047-2.
[4] Gang, Y.Y., Du, G.S., Shi, D.J., Wang, M.Z., Li, X.D., & Hua, Z.L. (2003). Establishment of in vitro regeneration system of the Atrichum mosses. Acta Botanica Sinica, 45(12), 1475-1480. Retrieved from https://www.researchgate.net/publication/297908901_Establishment_of_in_vitro_regeneration_system_of_the_Atrichum_mosses.
[5] Gao, H., Xia, X., An, L., Xin, X., Liang, Y. (2017). Reversion of hyperhydricity in pink (Dianthus chinensis L.) plantlets by AgNO3 and its associated mechanism during in vitro culture. Plant Science, 254, 1-11. doi: 10.1016/j.plantsci.2016.10.008.
[6] Isah, T. (2019). Changes in the biochemical parameters of albino, hyperhydric and normal green leaves of Caladium bicolor cv. “Bleeding hearts” in vitro long-term cultures. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, 191, 88-98. doi: 10.1016/j.jphotobiol.2018.12.017.
[7] Jorapur, S., Jogdande, N., & Dhumale, D. (2018). Petal callus mediated de novo regeneration of shoots in carnation (Dianthus caryophyllus L.). The Pharma Innovation Journal, 7(1), 218-222. Retrieved from https://www.thepharmajournal.com/archives/2018/vol7issue1/PartD/7-1-38-894.pdf.
[8] Khatun, M., Roy, P.K, & Razzak, M.A. (2018). Additive effect of coconut water with various hormones in vitro regeneration of carnation (Dianthus caryophyllus L.). Journal of Animal and Plant Sciences, 28(2), 589-596. Retrieved from https://www.researchgate.net/publication/323474090.
[9] Klyachenko, O.L., Zheltonozhskaya, L.V., & Kushnir, N.A. (2003). Microclonal Reproduction of cloves. Sodininkyste ir Darzininkyste, 20(4), 89-95.
[10] Koldar, L.A. (2010). Morphogenesis of Dianthus gratianopolitanus Vill. explants cultured in vitro. Autochthonous and Introduced Plants, 6, 68-72. Retrieved from http://dspace.nbuv.gov.ua/handle/123456789/30326.
[11] Kushnir, T.P., Sarnatska, V.V. (2005). Microclonal propagation of plants. Kyiv: Scientific Оpinion.
[12] Maurya, R.L., Sharma, M.K., Yadav, M.K., Kumar, G., & Kumar, M. (2019). In vitro high-frequency callus introduction in carnation (Dianthus caryophyllus L.) cultivar “Irene”. Plant Cell Biotechnology and Molecular Biology, 20(23-24), 1363-1368. Retrieved from https://www.researchgate.net/publication/339770638.
[13] Melnychuk, M.D., & Klyachenko, O.L. (2015). Biotechnology in agriculture. Vinnitsa: LLC “Nilan-LTD”.
[14] Melnychuk, M.D., Klyuvadenko, A.A., Overchenko, O.V., Chornobrov, O.Yu., Likhanov, A.F. (2012). Microclonal reproduction of ornamental and fruit-berry plant species. Kyiv: National Academy of Sciences of Ukraine.
[15] Murashige, T. (1990). Practice with unrealized potential. In P.V. Ammirato, D.A. Evans, W.R. Sharp, & Y.P.S. Bajaj (Eds.), Plant propagation by tissue culture Handbook of plant cell culture (pp. 3-9). New York: McGraw-Hill.
[16] Murashige, T., & Skoog, F. (1962). A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiologia Plantarum, 15(3), 473-497. doi: 10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x.
[17] Muszyńska, E., Hanus Fajerska E. (2017). In vitro multiplication of Dianthus carthusianorum calamine ecotype with the aim to revegetate and stabilize polluted wastes. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 128, 631-640. doi: 10.1007/s11240-016-1140-0.
[18] Nikam, T.D, Mulye, K.V., Chambhare, M.R., Nikule, H.A., & Ahire, M.L. (2019) Reduction in hyperhydricity and improvement in in vitro propagation of commercial hard fibre and medicinal glycoside yielding Agave sisalana Perr. ex Engelm by NaCl and polyethylene glycol. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 138, 67-78. doi: 10.1007/s11240-019-01603-9.
[19] Polivanova, O. & Bedarev, V. (2022). Hyperhydricity in plant tissue culture. Plants, 11(23), article number 3313. doi: 10.3390/plants11233313.
[20] Pralhad, G. (2013). Evaluation of carnation (Dianthus caryophyllus L.) varieties under greenhouse condition in mid hills of Kumaon Himalaya. African Journal of Agricultural, 8(29), 4111-4114. Retrieved from https://academicjournals.org/journal/AJAR/article-full-text-pdf/E9FB95435350.
[21] Qadri, Z.A., Neelofar, N.H., Masoodi, N., Ambreena, D., & Muneeb, A.W. (2018). In vitro callussing of carnation (Dianthus caryophyllus L.) cv. Scania and Indios. Current Journal of Applied Science and Technology, 27(1), 1-10. doi: 10.9734/CJAST/2018/39618.
[22] Radojevic, L., Calic-Dragosavac, D., Spiric, J., Stevanovic, B., & Stevanovic, V. (2010). In vitro propagation of Dianthus ciliatus ssp. dalmaticus and D. giganteus ssp. croaticus (Caryophyllaceae) from stem segment cultures. Botanica Serbica, 34(2), 153-161. Retrieved from https://botanicaserbica.bio.bg.ac.rs/arhiva/pdf/2010_34_2_523_full.pdf.
[23] Sreelekshmi, R., & Syril, E.A. (2021). Effective reversal of hyperhydricity leading that efficient micropropagation of Dianthus chinensis L. 3 Biotech, 11, article number 95. doi: 10.1007/s13205-021-02645-7.
[24] Zhang, H., Shi, M., Su, S., Zheng, S., Wang, M., Lv, J., Wang, X., & Gao, H. (2022). Whole-genome methylation analysis reveals epigenetic differences in the occurrence and recovery of hyperhydricity in Dendrobium officinale plantlets. In Vitro Cellular & Developmental Biology – Plant, 58, 290-301. doi: 10.1007/s11627-022-10250-3.
[25] Zhu, X., Li, X., Ding, W., Jin, S., & Wang, Y. (2018) Callus induction and plant regeneration from peony leaves. Horticulture, Environment, and Biotechnology, 59(4), 575-582. doi: 10.1007/s13580-018-0065-4.